Ftsq|FtsB/FtsL複合体への構造的洞察、FtsqとFtsBの分子間相互作用

FtsqとFtsbの分子間相互作用

これまでの研究では、FtsBとFtsLのペリプラズムサブ複合体は、両方のタンパク質の膜領域を逆に帯電した可溶性コイルコイル(図中のE5およびK5。 1A)20,21,22。 この技術を使用して、FtsbおよびFtslからなる安定二成分複合体(ftsbl)を、大腸菌細胞においてe5−Ftsb2 5−1 0 3およびk5−Ftsl6 4−1 2 1を共発現させることにより再構成 図1aおよび補足図1Bおよび補足図1b。 S2)。 Ftsq、e5−Ftsb、およびk5−Ftslからなる三元複合体(Ftsqbl)は、過剰発現Ftsq5 0−2 7 6を含む湿潤細胞ペレットおよび過剰発現e5−Ftsb2 5−1 0 3およびk5−Ftsl6 4−1 2 1を含む細胞ペレット FTSBLおよびFtsqbl複合体を親和性カラムから共溶出し、サイズ排除カラム上で共移動させた(図3)。 1B、C)。 安定なFtsq5 0−2 7 6−ftsb2 5−1 0 3複合体が形成された(図1)。 しかし、Ftsqは、e5−Ftsb2 5−1 0 3の非存在下では、k5−Ftsl6 4−1 2 1との結合親和性を有さなかった(データは示されていない)が、これまでの研究と一致していた20。 FtsqとFtsbとの間の結合領域を正確にマップするために、ftsb2 5−1 0 3の切断されたN末端またはC末端領域を有する2つの構築物(Ftsb2 5−6 0およびFtsb6 1−1 0 3)を設計し、ftsq5 0−2 7 6とのそれらの相互作用を生物層干渉法(BLI)実験で調べた(図4)。 1D)。 6 7μ Mの解離定数(K d)でFtsb2 5−1 0 3複合体に結合した(図5A)。 1D)。 2つのFtsb構築物(Ftsb2 5−6 0およびFtsb6 1−1 0 3)のうち、Ftsq5 0−2 7 6へのftsb6 1−1 0 3結合のみが安定であり(KD=0. FtsbのC末端がFtsq2 5との相互作用に必要であるという以前の結果と一致する。 別の以前の研究では、Ftsqの膜−近位領域がFtsb結合のための別の相互作用ホットスポットであることが示唆された23が、Ftsq5 0−2 7 6とFtsb2 5−6 0との安定した結合は、我々の実験では観察されなかった(図1 0A)。 1D)。

フィギュア1

Ftsq−Ftsb−Ftsl結合領域をマッピングする。 (A)Ftsq,Ftsb,Ftslのドメインアーキテクチャ。 構築物は灰色の線で示され、e5コイルおよびk5コイルを使用したFtsbおよびFtslの再構成が示されている。 (B)ftsq5 0−2 7 6、Ftsq5 0−2 7 6/Ftsb2 5−1 0 3およびftsq5 0−2 7 6/e5−Ftsb2 5−1 0 3/k5−Ftsl6 4−1 2 1(Ftsqbl)複合体のSDS−PAGE。 SDS−PAGEゲルをCoomassie Blueを用いて可視化した。 (C)Ftsqblヘテロヘキサマー(3mg/ml、薄緑線)、Ftsqblヘテロトリマー(3mg/ml、赤線)、Ftsqb(1 0mg/ml、青線)、およびFtsq(1 0mg/ml、黒線)をSEC−MALSによって分析した。 太線は測定された分子量を表す。 (D)Ftsb2 5−1 0 3、Ftsb6 1−1 0 3、およびFtsb2 5−6 0を用いたFtsq5 0−2 7 6の代表的なBLIアッセイ。 分析物の異なった集中が付いているBLIのsensorgramsは異なった色によって示される。 平衡分析および計算されたKDは、右パネルに各構築物について示されている。 実験を3回繰り返した。

FtsQ-FtsB複合体の結晶構造

FtsQB複合体の構造組織へのさらなる洞察を得るために、我々はFtsb25-103に結合したFtsq50–276の2.9Å分解能構造を決定した(図1)。 図2、補足図。 S3、および表1)。 残基25–60の電子密度マップはFtsb25–103では観察されなかったが、Ftsq50-276のほぼすべての配列は、N末端およびC末端の可撓性領域(それぞれ残基50-52および262-276;図。 図2Aおよび補足図。 S3)。 一貫して、FtsBのN末端(残基22-63)の電子密度マップは、他のgroup26によって最近報告されたFtsQB複合体の結晶構造におけるFtsBのために観察されませんでした。 電子密度の欠如に関する一つの可能性は、膜近位ヘリックスがFtsQB複合体の結晶に無秩序であることであるが、FtsBの30juxta膜アミノ酸の結晶構造は、それが正準コイルコイル27を形成することを示したため、この可能性を除外した。 別の可能性は、膜−近位ヘリックスが精製および結晶化の間に自動的に切断され、その結果、残りの構築物(Ftsq5 0−2 7 6−Ftsb6 1−1 0 3)が容易に結晶化することである。 FtsQBL複合体の以前の分子動力学シミュレーションは、Leu60残基の周りのFtsBの中央部がヘリックスbreak28を提示することを示したことを考えると、我々はLeu60の周りのftsbの中央部がタンパク質分解を受けやすいと予測した。

フィギュア2

Ftsq50–276/Ftsb25–103複合体の全体的な構造。 (A)FtsQB複合体のステレオリボンダイアグラム。 残基61–95の電子密度マップは、Ftsb25-103についてのみ観察された。 各チェーンは異なる色で表示されます。 (B,C)FtsQとFtsBのインターフェイスでの相互作用の詳細を示す拡大ステレオビュー。 各チェーンは異なる色で表示されます。

表1データ収集および改良の統計。

Ftsq5 0−2 7 6の全体的な構造は、αおよびβの2つのドメインからなり、βドメインはFtsb2 5−1 0 3結合の原因である(図3)。 2A)。 FtsQとFtsBの間の界面に埋め込まれた溶媒にアクセス可能な表面積は1330Å2、FtsQのモノマー表面積の約20%であった。 さらに、FtsqとFtsbとの間の界面における非水素原子の約5 0%は、近位等速度表面積計算によって示されるように、極性である2 9。 Ftsb配列(残基6 1〜9 5)は、1つのα−らせん(α3)および1つのβ−鎖(β1;図1)に折り畳まれる。 2A)。 Α-ヘリックス-ターン-β-鎖モチーフは、α-ヘリックス(残基64-75)で始まり、続いてキンクループ(残基76-82)、短いβ-鎖(残基83-85)、および別の末端キンクループ(残基86-95;図 2つのキンクされたループは2つのプロリン残基を含む(Pro8 0およびPro8 9;図2C)。 2C)。 興味深いことに、FtsQ α5ヘリックスは、中央にPro228を組み込むことによってねじれた形状を採用し、この形状はFtsBとの広範な接触のために重要であるよう Tyrがアミノ酸配列においてProに先行する場合、Pro残基がcis立体配座をとる傾向が増加する30。; しかしながら、FtsqのPro2 2 8残基は、trans立体配座を採用する(図1 0A)。 2C)。

FtsBとの複合体におけるFtsQの結合モード

これまでの光架橋による質量分析では、FtsQとFtsBのC末端領域が重要な相互作用ホットスポットであることが示されていたが、質量分析によって提案された詳細な相互作用は、私たちの結晶構造で観察されたものとは全く異なっていた(図。 2). 質量分析に基づいて、Met77残基の周りのFtsBのC末端は、Gly255residue23の周りのFtsQのC末端鎖とβシート状の相互作用を形成することが示唆された。 これらのデータとは対照的に、我々の結晶構造は、FtsBのMet77残基の周りの領域が二次構造を形成せず、その側鎖の方向がFtsQの予想される結合領域と反対であるこ 2C)。 我々の結晶構造では、FtsB(残基61-103)のC末端領域は広くFtsQのβドメインと相互作用し、主にFtsQ結合に貢献しています。 Αヘリックス(残基6 4〜7 5)とβ鎖(残基8 3〜8 5)との間のキンクされたループは、FtsqのTyr2 4 8残基の周りを包む(図3)。 2B)。 キンクされたループ立体配座を安定化するために、四つのFtsB残基(Glu68、Arg72、Arg79、およびGlu82)は、広範な塩橋ネットワークを有するクラスターを形成する(図。 3A)。 FtsB Glu68はArg72(2.8Å)とArg79(2.8Å)の両方と塩橋を形成し、Arg72はGlu82(2.8Åと3.2Å)と塩橋を形成する。0Å、それぞれ。 Arg72NH2原子はGlu68OE2原子と1つの付加的な相互作用を形成する(2.8Å;図3A)。 3A)。 FtsBの塩橋クラスターは、FtsQ Tyr248の酸素原子とFtsB Arg72のNH1原子との間の水素結合形成(2.7Å)に重要である(図2)。 3A)。 さらに、Ftsb Glu6 9は、Ftsq Arg1 9 6(2. 3A)。 興味深いことに、FtsBのβ鎖は、β12との反平行スタッキングによってFtsQのβ鎖と連続したβシートを作る(図。 2C)。 FTSB Phe8 4は、Ftsq Tyr2 4 8と密接な接触を形成し、一方、Tyr8 5は、Leu2 2 6、Leu2 3 0、Val2 5 4、およびTrp2 5 6からなるFtsq βドメインの疎水性コアに近接して存在する(図3)。 2B)。 FTSB Leu8 7はまた、Ftsq Leu2 2 6およびArg2 2 2の脂肪族部分と広範な接触を形成する(図1)。 2C)。

フィギュア3

FtsQB複合体の分子相互作用を詳細に説明する。 (A)FtsQおよびFtsBインターフェイスでの詳細な相互作用を示す拡大されたビュー。 Ftsbのリボン図とftsqの表面図を示した。 赤色の表面は、Ftsqの1 0 0%保存残基を示す(補足図4)。 S2)。 (B)Ftsq−Ftsbl複合体W Tおよび変異体(Ftsq Y2 4 8A、Ftsb E6 8A、Ftsb E6 9R、Ftsb R7 2E、およびFtsb E8 2R)の代表的なBLIアッセイ。 分析物の異なった集中が付いているBLIのsensorgramsは異なった色によって示される。 平衡分析および計算されたKDは、右パネルに各構築物について示されている。

FtsQB複合体の界面残基の寄与を評価するために、FtsQ(Tyr248)とFtsB(Glu68、Glu69、Arg72、およびGlu82)の界面保存残基を変異させ、それらの相互作用をBLIによって調べた。 FtsqとFtsbとの間の結合親和性を、k5−Ftslとの複合体中のgst−e5−Ftsbの野生型(W T)または変異体を固定化することによって測定した。 予想されるように、界面残基の変異は、WT(KD=0.24μ m)と比較して親和性の大きな減少をもたらした。 Y2 4 8a変異体のKD値は、弱い結合のために測定できなかったが、E6 8Aは、親和性を約1 0倍低下させた(図1 0B)。 3B)。 Ftsbの電荷反転変異E6 9R、R7 2E、およびE8 2Rは、Ftsqへの結合をほぼ消失させた(図3)。 3B)。 これは、FtsQ Tyr248とftsb αヘリックスターンβ鎖モチーフの親和性決定因子としての役割を強調しています。

FtsQとFtsBインターフェイスin vivo

FtsBとFtsQのペリプラズム領域のin vitro結合を確認するために、我々は環状AMPシグナリングカスケード31に基づいて細菌ツーハイブリッドアッセイを行った。 T18またはT25融合Ftsタンパク質のN末端は大腸菌にとって毒性があり、ある程度の不安定性の問題があるため、C末端融合Ftsタンパク質(T25-FtsQ、T18-FtsB)18を構築した。 大腸菌BTH101レポーター株を、示されたプラスミドの対と共形質転換し、結合効率をβ-ガラクトシダーゼアッセイによって決定した(図10a)。 4A)。 図に示すように。 図4Aに示すように、WT FtsbおよびWT Ftsqは互いに相互作用した。 BLIアッセイと同様に、Ftsb(E6 8A)は、WT Ftsqに結合することができ、一方、結合親和性は、WT FTSBと比較して約2倍減少した。 FtsB(E68A)を除いて変異したタンパク質は、WT FtsQと相互作用する能力を減少させた。 これは、Ftsq(Y2 4 8)およびFtsb(E6 9、R7 2およびE8 2)の界面残基がFtsqb複合体の形成において重要な役割を果たすことを示す、in vitro結合結果と一致する。

フィギュア4

FtsQB複合体のin vivoでの分子相互作用。 (A)FtsqおよびFtsbの界面残基における突然変異の効果。 示されたプラスミド対を、レポーター株E.coli BTH1 0 1に導入した。 FtsbとFtsqの相互作用を細菌ツーハイブリッドシステムによって評価した。 結合活性をβ-ガラクトシダーゼアッセイにより測定し,Millerユニットとして提示した。 プラスミド;b、FTSB;Q、FTSQ;*P<9 5 3 1>0. (B)WTと変異タンパク質との間の安定性の比較。 E. c末端Hisタグ付きWTまたは変異タンパク質をコードするプラスミドpuhe21-2-lacIqを保有するcoli MG1655は、クロラムフェニコールを添加した後、示された時点でサンプ DnaKは積載制御として使用されました。 (C)FtsqおよびFtsbに対する点突然変異のin vivo効果。 W tおよび変異蛋白質の機能をペプチド共役PNA(PPNA)により評価した。 示されたプラスミドを保有する大腸菌MG1655株は、PPNA、大腸菌染色体ではなく、示されたプラスミドで相補的な配列で処理されました。 CFUは、3時間PNA処理後に測定した。 有意なCFU差は、WT FTSBまたはFTSQを発現する対照群と比較して示される。 *p<0.05,**p<0.005,N.S.ftsBと比較して有意ではない;#p<0.05ftsQと比較して;N.T.治療されていない。

FtsQとFtsBの間の相互作用は、下流のFtsタンパク質を募集するために必要とされる。 FtsQまたはFtsBが枯渇または有害な突然変異で導入されると、それはフィラメント化をもたらし、最終的に細胞死をもたらす。 Ftsqb界面残基のinvivo機能を評価するために,ペプチド核酸(Pnas)を用いてW tまたは変異蛋白質を発現する細胞の生存率アッセイを行った。 これまでの研究では、必須遺伝子を標的とするペプチド共役PNAs(PPNAs)が大腸菌細胞に対して殺菌効果を有することが示された32,33,34。 リボソーム結合部位は、翻訳を阻害するための重要なPNA標的部位であることが知られている32。 PnaのmRNAへの緊密な結合はリボソーム機能を妨害するため、タンパク質の翻訳は防止される33。 これらの原理に基づいて、本発明者らは、FTSBおよびFTSQの翻訳開始部位に相補的である4つのアンチセンスPpnaを設計した(補足図1)。 S4)。 大腸菌MG1655株の成長は、アンチセンスPPNA1、PPNA2、PPNA3、およびPPNA4の阻害効果を調べるために測定した。 FTSB−標的化PPNA1およびFTSQ−標的化PPNA3は、細菌増殖を強く阻害し、大腸菌のフィラメント形成が観察された(補足図S4およびS5)。 したがって、我々はさらなる実験のためにPPNA1とPPNA3を利用した。 我々は、WT FtsB、WT FtsQ、FtsB変異体(E68A、E69R、R72E、およびE82R)、およびFtsQ変異体(Y248A)を発現する誘導性プラスミドを構築した。 使用されるPpnaは組換えプラスミドと相補的な配列を有さないので、プラスミドにおけるタンパク質発現を妨げない。 WTまたは変異タンパク質を発現する株は、PPNAなしで3時間でコロニー形成単位(CFU)に有意差を示さなかった。 プラスミド中のWTタンパク質(FtsbまたはFtsq)を発現する細胞は、PPNAで処理した場合に細菌増殖を回復したが、変異したタンパク質を発現する細胞は、Ftsb(E6 8A)を除いて増殖を回復しなかった(図2B)。 4C)。 また、ppnaで処理した場合に増殖を回復する能力を欠く変異タンパク質を発現する細菌において、フィラメント化が観察された(補足図1)。 S5)。 蛋白質の安定性が変異した蛋白質の機能に影響を与える可能性を排除するために、我々はまた、de novo蛋白質合成をブロックすることにより、in vivo蛋白質の安定性を決定した。 C末端でh I sタグと融合したFtsbまたはFtsqをコードするプラスミドを大腸菌MG1 6 5 5に導入し、変異タンパク質の安定性をWT FtsbまたはFtsqと比較した(図3)。 図4bおよび補足図4bおよび補足図4b。 S6)。 その結果、FtsB(E68A)を除く変異タンパク質は、WTと同様の結果を示した。 Ftsb(E6 8A)は、WT Ftsbと比較して不安定であったが、この変異タンパク質Ftsb(E6 8A)は、WT Ftsbの機能を補完し、Ftsqと相互作用することができる。 一緒に取られて、それはFtsQ(Y248)とFtsB(E69、R72、およびE82)の界面保存残基の変異は、タンパク質の安定性に影響を与えないが、FtsBとFtsQの間の相互作用を廃止す

溶液中のFtsQBおよびFtsQBLのオリゴマー状態

以前は、FtsQタンパク質のオリゴマー状態について矛盾した結果が報告されていました。 その膜貫通領域(またはC末端30残基)を介してFtsQの二量体化は、細菌ツーハイブリッド実験で観察された18、35。 対照的に、溶液中のFtsQのオリゴマー状態を決定するための直接実験は、FtsQが単量体であることを示す分析的超遠心分離を用いて行われた19。 しかし、我々は分析超遠心実験はFtsq19のペリプラズム領域を用いて行われたので、FtsQの膜貫通領域がFtsQのオリゴマー化状態に影響を与える可能性を排除す Ftsq,Ftsqb,Ftsqblのペリプラズム領域を用いたにもかかわらず,溶液中のオリゴマー状態は濃度に依存し,高濃度でさらなるオリゴマー化が起こる可能性があると仮定した。 溶液中のFtsQ、FtsQB、またはFtsQBLの濃度依存性オリゴマー状態を分析するために、分析ゲルろ過はSuperdex200(10/300GL)カラムを用いて行われ、実験ストークス半径(RH)は、構造モデ S7)。 RH値を計算するためのFtsq,Ftsqb,Ftsqblの構造モデルは,以下のようにftsqbの結晶構造とFTSQBLのSAXS構造に基づいて生成した。 Ftsq、Ftsb、およびFtslのN末端およびC末端の不可視セグメントを、柔軟ループとしてモデル化した(補足図1)。 S7)。

Ftsq50–276の高濃度と低濃度(それぞれ370と18.5μ m)では、見かけのRH(それぞれ3.03と2.83nm)はFtsq50–276単量体(2.90nm)の理論的RHに近く、FtsQは主に溶液中の単量体とし 5). 対照的に、Ftsqb複合体の場合、見かけのRH(4. 5). さらに、2:2Ftsqbヘテロテトラマーモデルを支持するために、高濃度(1 3 8μ M)でのFtsqbの分子量を、多角度光散乱(SEC−MALS)を有するサイズ排除クロマトグラフィーによ 実際に、Ftsqbの分子量は、FtsqとFtsbの2:2複合体と一致していた(図3)。 1C)。 これらの結果は,Ftsqが高濃度および低濃度で単量体として存在するため,FtsbがFtsqbの二量体化を仲介することを示唆した。 Ftsqbl複合体については,ヘテロヘキサマーおよびヘテロ三量体形態を精製中のゲルろ過で別々に溶出し,別々に収集した。 各形態は、SEC−MALSによって示されるように安定であった(図1)。 1C)、および分析的なゲルのろ過の分析のために更に使用されて。 FtsQBL複合体の高濃度と低濃度(それぞれ6.8-20μ mと101-200μ m)では、ヘテロヘキサマー FtsQBLの見かけのRH値は2:2のそれに近かった:一方、ヘテロ三量体FtsqblのR H値は、1:1:1Ftsqblモデル(4. 5). このことは,ftsqblのヘテロヘキサマー型とヘテロ三量体型の両方がその濃度に関係なく安定した形で存在することを示唆している。

フィギュア5

Ftsq50-276/Ftsb25–103の濃度依存性オリゴマー化。 (A)ftsq5 0−2 7 6(紫色)、Ftsq5 0−2 7 6/Ftsb2 5−1 0 3(赤色)、ftsqblヘテロトリマー(薄緑色)、およびFtsqblヘテロヘキサマー(暗緑色)の高濃度(1 0 1〜3 7 0μ M;実線および左y軸)および低濃度(6. (B)図中の流体力学的解析の概要。 カラムからのR H値を、構造モデルから計算されたものと比較した(補足図5A)。 S7)HYDROPROプログラムを使用して。

FtsQB四量体の構造組織

我々は、次の溶液中のFtsQBヘテロテトラマーの構造組織を検討しました。 FtsQB複合体の結晶パッキングを評価すると、潜在的なFtsQBヘテロテトラマーは、結晶学的対称性操作によって生成され、30×40×150Åの全体的な寸法を有する細長い構造を示し、Ftsqbヘテロ二量体は、FtsQサブユニットのn末端αドメインを介して反平行なヘッドツーヘッドファッションで二量化された(補足図)。 S7C)。 分析的ゲルろ過データに基づいてFtsqbはftsbを介してより大きなオリゴマーを形成すると推測したが,溶液中のftsqbヘテロテトラマーが結晶接触で観察されたのと同じ界面によって形成される可能性を除外できなかった。 そこで,結晶学的界面がFtsqbヘテロテトラマーの形成に関与しているかどうかを調べた。 Ftsqの二量体界面では、厳密に保存されたLeu5 7残基およびPhe8 7残基が界面で疎水性コアを形成する(補足図1)。 S2A); したがって、我々は、Ftsqb L57RまたはF87a変異体は、Leu57とPhe87がFtsQBヘテロテトラマーのアセンブリのための重要な残基である場合に関係なく、その濃度のヘテ しかし、L5 7R変異体およびF8 7A変異体の両方は、高濃度でのみ2:2ヘテロテトラマーに組み立てられた(補足図1 1A)。 S8)、溶液中で観察されたFtsQBヘテロテトラマーは、FtsQサブユニットのN末端αドメインを介して形成されなかったことを示唆している。

次に、FtsBのコイルコイル領域がFtsQBヘテロ二量体の二量体化に関与していると仮定した。 この場合、我々はFtsQBのヘリックス破壊L46P変異体はFtsQBヘテロ二量体の二量体化を阻害することを予測した。 実際に、Ftsqb L4 6P変異体のいくつかの部分は、高濃度であっても、1:1ヘテロ二量体に集合する(補足図1 4A)。 S8)。 これらの結果は,ftsbのコイルコイル領域が溶液中のftsqbヘテロテトラマーの組み立てに重要であることを示唆している。 の2:2FtsQBヘテロテトラマーモデルでは、両方のFtsBサブユニットのN末端方向が同じ方向に配向しているため、FtsBの膜貫通領域も二量体化して全長FtsBのホモ二量化を容易にすることができる。 これは,Ftsqbの高次オリゴマー化が高濃度でのみ観察された理由を説明することができる。 我々の調査結果と一致して、以前の研究では、FtsBはペリプラズムコイルと膜貫通領域を介して自己会合することが報告されています26。 高濃度および低濃度のe5-Ftsb25–103/k5-Ftsl64–121(それぞれ191および22.2μ M)では、見かけのRH(いずれも4.5 0nm)は、e5−Ftsb2 5−1 0 3/k5−Ftsl6 4−1 2 1の2:2ヘテロテトラマーの理論R H(4.3 8nm)に近く、e5−Ftsb2 5−1 0 3/k5−Ftsl6 4−1 2 1が主に溶液中にヘテロテトラマーとして存在することを示唆 S8)。 これと一致して、FRET解析と計算法を用いた最近の研究では、FtsBL複合体が四量体36を形成することも示された。

FtsQBL複合体のSAXS構造

溶液中のFtsQBL複合体の全体的な立体配座を決定するために、SAXSデータを収集しました。 1:1:1または2:2:2Ftsqbl複合体を使用して、それぞれ低濃度および高濃度での分子包絡線のab initio構造を決定した(図2)。 および補足図6aおよび補足図6b。 S9)。 興味深いことに、Ftsqblの2:2:2複合体の全体的な包絡線は、細長い「Y」形状を示した(図1)。 6A)。 エンベロープは、FtsQ、FtsB、およびFtsLの個々のドメインを配置するのに十分な詳細を示さなかったにもかかわらず、凹面を有する大きなエンベロープがFtsQの形状に合理的によく適合することが観察された(図1)。 6A)。 二つのFtsq分子を凹面を有する大きな包絡線に組み込むためには,FtsqとFtsblのN末端方向は反対であるべきである。 他のグループによって形成された以前のモデルは、同じ方向に配向したN末端膜貫通ヘリックスを持っていたため、これは予想外でした20。 Ftsq5 0−2 7 6/Ftsb2 5−1 0 3複合体の結晶構造は、分子包絡線にうまく組み入れられた(図1)。 および補足図6aおよび補足図6b。 このことは、Ftsq5 0−2 7 6−Ftsb2 5−1 0 3複合体の全体的な立体配座が溶液中で非常に剛性であることを示す。 追加のエンベロープは、ヘテロテトラメリコイルコイルおよびFtsBL e5-およびk5-コイルの位置に割り当てられた(図。 6A)。 最近、FtsBLサブ複合体は、膜貫通とペリプラズムコイルcoil36を結ぶ中断のないFtsLヘリックスを有する2:2ヘテロテトラマーであることが示唆された。 6B)。 SAXSエンベロープの分解能が低いため、FtsQBLの構造アセンブリを明確に定義することは困難であったため、さらなる構造決定が必要です。 観察したものの、2:2FtsQBヘテロテトラマーと2:2:2FtsQBLヘテロヘキサマー形成in vitroでは、これらのフォームがin vivoで存在するかどうかは不明のままであり、さらなる研究は、divisomeの生理学的化学量論を明らかにするために必要とされている。 しかし、FtsQBLは以前に分裂で2:2:2複合体を形成することが示唆されていたことに留意すべきである37。 分割組立におけるFtsQBLの構造組織を完全に理解するためには追加の研究が必要であるが、我々のデータはさらなる調査の基礎を提供する。

フィギュア6

FtsQBLのSAXS解構造とFtsQBL複合体の全体的なモデル。 (A)Ftsqbl1:1:1三量体および2:2:2六量体のSAXS溶液構造。 FtsQBL複合体(1:1:1と2:2:2)の構造モデルは、ab initio形状決定プログラムDAMMIFを使用して再構築されました。 各タンパク質について、1 0個の独立したモデルを生成し、比較し、平均化されたモデルをプログラムDAMAVERを使用して計算した。 構造モデルの表面レンダリングはPymolプログラムを用いて達成した。 全体の形状と寸法を比較するために,Ftsqbl蛋白質の原子モデルのリボン図をSUPCOMBプログラムを用いて再構成されたダミー原子モデルに重ね合わせた。 1:1:1モデルではNSD=7.039、2:2:2モデルでは3.800です。 (B)Y字型FtsQBLの全体的なモデル。 Ftsbl複合体をftsqにリクルートすることによるFtsqbl協会を示した。 各チェーンは異なる色で表されます。

コメントを残す

メールアドレスが公開されることはありません。